Nosema ceranae w rodzinach pszczoły miodnej.pdf

Prace poglądowe

Nosema ceranae in honeybee (Apis

mellifera) colonies

Nosema ceranae w rodzinach pszczoły

miodnej

Laboratory of Bee Diseases, Department

of Pathology and Veterinary Diagnostics, Faculty

of Veterinary Medicine, Warsaw University of Life

Sciences – SGGW

Anna Gajda

z Pracowni Chorób Owadów Użytkowych Katedry Patologii i Diagnostyki Weterynaryjnej

Wydziału Medycyny Weterynaryjnej w Warszawie

Nosema ceranae

is a new emergent protozoan parasite

Apis mellifera

, which seems to be more pathogenic

. In Poland this parasite has been

present since, at least, 1995 and now is an agent of

very prevalent honeybee infection. It was found as

one of most probable causes of bee colonies collapse

world wide. OIE Terrestrial Manual describes a few

diagnostic metods: simple nonquantitative, standar-

ized quantitative, and a method which distinguishes

Nosema ceranae

Nosema apis

często stają się wrotami wnikania wirusów

pszczelich, takich jak: wirus choroby czar-

nych mateczników, wirus Y pszczół i wi-

rus włókienkowy. Pogarszają one znacznie

przebieg choroby. Bardzo chore pszczo-

ły zamierają wczesną wiosną, zanim wy-

chowają nowe, młode pszczoły, dlatego

w tym okresie dochodzi do ginięcia ro-

dzin. Na wiosnę można również zaobser-

wować pobrudzenie kałem plastrów lub

przedniej ściany ula, co określane jest jako

biegunka. Słabsze zarażenie rodzin powo-

duje jedynie ograniczenie produkcyjności.

W okresie późnej wiosny i lata stopień za-

rażenia spada. Bardziej szczegółowe infor-

macje dotyczące N. apis zostały opisane

przez Topolską i Hartwig (3).

nabłonka i prowadzi do nieodwracalnych

uszkodzeń przewodu pokarmowego (8).

We wszystkich zarażonych komórkach na-

błonka jelita pojawiają się zmiany patolo-

gicznie, zaznacza się zwyrodnienie oraz

rozległa liza komórek – w efekcie komór-

ki nabłonka są uszkodzone lub obumarłe.

Prowadzi to do wczesnej śmierci pszczo-

ły – już ósmego dnia od zarażenia, pod-

czas gdy przy zarażeniu N. apis długość

życia pszczół może być skrócona o po-

łowę, a według niektórych autorów po-

zostaje niezmieniona. Śmierć jest wyni-

kiem powstałego w organizmie stanu głodu

prowadzącego do stresu energetycznego.

Z głodowaniem tym ściśle związane jest

rozprzestrzenianie się choroby wewnątrz

rodziny. Pszczoły głodne szukają kontak-

tu z innymi osobnikami, które potencjalnie

podzielą się z nimi pokarmem. Kontakty

takie znacznie przyspieszają rozprzestrze-

nianie się spor między pszczołami.

Najnowsze badania wykazują (9), że N.

ceranae wykształciła lepsze mechanizmy

adaptacji do temperatury otoczenia niż N.

apis . W skrajnych dla rozwoju tego paso-

żyta temperaturach (25 i 37°C) N. ceranae

potraﬁ zamknąć cykl życiowy, podczas gdy

u N. apis zostaje on zahamowany. W tem-

peraturze optymalnej natomiast (33°C) N.

ceranae jest w stanie zniszczyć 2–3 razy

więcej komórek niż N. apis , co jasno do-

wodzi większej patogenności tej pierwszej.

Jednocześnie N. ceranae powoduje chorobę

trwającą cały rok, natomiast choroba po-

wodowana przez N. apis zanika w ciepłych

miesiącach. Przy zarażeniu N. ceranae nie

obserwuje się jednak biegunki, która wy-

stępuje przy zarażeniu N. apis , dlatego no-

semoza ta zwana jest „suchą”.

Oznaki choroby nie są widoczne do-

póki matka jest w stanie wyrównać stra-

ty pszczół poprzez intensywne składanie

jaj – czerwienie. Po długim okresie bra-

ku objawów choroby następuje gwałtow-

ny spadek liczebności pszczół w rodzinie.

Pszczoły często giną poza ulem, co, jak

uważają naukowcy z USA, może być wy-

nikiem tego, że pszczoły chore mają gor-

szą pamięć oraz podejmują większe ryzy-

ko w poszukiwaniu pokarmu, ponieważ

odczuwają głód (10). Udowodniono, że

procent zarażonych pszczół w przypadku

N. ceranae jest znacznie wyższy niż przy

nosemozie powodowanej przez N. apis .

. Control of nose-

mosis in honeybee colonies in Europe mainly depends

on hygienic management practices.

from

Nosema apis

Keywords: Nosema ceranae, Apis mellifera

, nosemo-

sis, signs, diagnosis, control.

osemoza pszczół ( nosemosis apium )

znana jest dobrze pszczelarzom,

a także lekarzom weterynarii, jako choro-

ba pszczoły miodnej ( Apis mellifera ) po-

wodowana przez wewnątrzkomórkowe

pasożyty gatunku Nosema apis (Eucary-

ota, Fungi, Microsporea). Obecnie znacz-

nie większy problem w pasiekach europej-

skich stanowi nowy pasożyt z rodzaju No-

sema , tzn. Nosema ceranae.

Zarażenie pszczół przez Nosema ceranae

W 2005 r. po raz pierwszy stwierdzono

u Apis mellifera naturalne zarażenie przez

Nosema ceranae . Wkrótce okazało się, że

ten nowy pasożyt, pochodzący od wystę-

pującej w Azji pszczoły wschodniej ( Apis

cerana ) był już wcześniej obecny w rodzi-

nach pszczoły miodnej (4), jednak zaraże-

nie nie było diagnozowane. W Polsce po

raz pierwszy został stwierdzony w 2006 r.,

ale badanie próbek zebranych w 1995 r. wy-

kazało, że już wtedy występował w rodzi-

nach pszczelich (5). Obecnie N. ceranae

jest bardziej rozpowszechniony w Euro-

pie niż N. apis .

Nosema ceranae jest bardziej patogen-

ny dla A. mellifera niż N. apis . W Hiszpa-

nii stwierdzony był jako główna przyczyna

zamierania rodzin pszczelich w komercyj-

nych pasiekach (6). Duża szkodliwość pa-

sożyta dla pszczoły miodnej wynika z sze-

regu czynników. Cykl rozwojowy N. cera-

nae trwa jedynie 3 dni ( N. apis – 5 dni).

Aby doszło do rozwoju choroby, wystar-

czy jedna zarażona komórka nabłonka je-

lita, przy czym nie jest konieczne ciągłe

pobieranie spor przez pszczołę, wystar-

czy jednorazowa dawka spor.

Meana (7) donosi, iż z jednej zarażonej

komórki nabłonka jelita środkowego już po

3 dniach inwazja potraﬁ się rozprzestrze-

nić na wszystkie pozostałe komórki na-

błonka. Namnażanie pasożyta zachodzi

nie tylko w komórkach nabłonka palisado-

wego, ale także w komórkach krypt rege-

neracyjnych, co uniemożliwia regenerację

Zarażenie pszczół przez Nosema apis

W środowisku zewnętrznym Nosema apis

występuje w postaci spor, natomiast postać

wegetatywna występuje wyłącznie w orga-

nizmie pszczoły. Pasożyty te atakują zarów-

no robotnice i trutnie, jak i matkę (mat-

ka otrzymuje spory wraz z pokarmem od

karmicielek). Do zarażenia dochodzi per

os , z pokarmem oraz wodą zawierającymi

spory. Warunki ﬁ zykochemiczne panują-

ce w jelicie środkowym pszczoły pozwa-

lają sporom kiełkować. Wypuszczają one

nić biegunową, przez którą do wnętrza

komórki nabłonka jelita środkowego wni-

ka postać wegetatywna pasożyta (1). Tam

następuje namnażanie oraz dojrzewanie.

Nowo powstałe spory po zniszczeniu ko-

mórki nabłonka przedostają się do świa-

tła jelita. Wraz z kałem wydalane są na ze-

wnątrz. W jelicie środkowym odbywa się

trawienie i wchłanianie pokarmu, dlatego

zniszczenie komórek nabłonka prowadzi

do upośledzenia tych procesów. Długość

życia pszczół może być skrócona, ograni-

czone jest wytwarzanie mleczka gardzie-

lowego służącego do karmienia larw, pro-

dukcja wosku oraz miodu (2). Siła rodzi-

ny maleje. Uszkodzenia nabłonka jelita

140

Życie Weterynaryjne • 2010 • 85(2)

Gajda A. ,

than

Prace poglądowe

Tabela 1. Przebieg zarażenia N. ceranae w rodzinie pszczoły miodnej (4)

Pora roku

faza choroby

Wiosna – wczesna jesień

faza bezobjawowa

Późna jesień – zima

faza wyrównywania siły

Kolejna wiosna – lato

fałszywe ozdrowienie

Jesień – wiosna

depopulacja

Zmiany w liczbie pszczół

pszczoły w normalnej ilości

bardzo dużo pszczół

pozostaje garstka pszczół z matką

Zmiany w ilości czerwiu

czerw w normalnej ilości

zwiększona ilość czerwiu

w stosunku do pory roku

prawie każda ramka

pełna czerwiu

obecna nieduża ilość czerwiu

Inne cechy choroby

brak objawów choroby

matka czerwi w zimie

mimo znacznej siły rodziny

pszczoły się nie roją

obecne zapasy pokarmu

Procent zarażonych zbieraczek

<65%

≥65%

<65%

≥65%

Procent zarażonych pszczół

w ulu

<40%

≥40%

Liczba spor na pszczołę

<10 6

>10 6

<10 6

>10 6 jesienią

1 6 –2 6 wiosną

Tę samą prawidłowość zaobserwowano

w przypadku jednoczesnego zarażenia

pszczół obu gatunkami Nosema.

zbieraczek jest zarażonych, a liczba spor na

pszczołę przekracza 10 6 ), natomiast, jeśli

dojdzie do tego wiosną, liczba spor oraz

procent zarażonych pszczół będzie znacz-

nie niższy (w związku z dużą liczbą mło-

dych niezarażonych pszczół).

W efekcie często się zdarza, że rodziny,

które rozwijają się według pszczelarza nor-

malnie i są wręcz silne, zupełnie niespo-

dziewanie słabną i zamierają. Wymienione

objawy, towarzyszące utracie rodzin, są ta-

kie jak przy zespole ginięcia rodzin pszcze-

lich (colony collapse disorder – CCD), któ-

ry był bardzo często obserwowany w USA,

gdzie w ostatnich 3 latach co roku ginęło

30–36% rodzin pszczelich.

w kraju zginęło około 15,3% rodzin pszcze-

lich. Wówczas w 32% badanych pasiek,

z których nadesłano do badania pszczo-

ły z zamarłych rodzin, stwierdzono sil-

ne i bardzo silne zarażenie Nosema spp.,

przy czym głównie był to pasożyt N. cera-

nae . Zimą 2008/2009 r., upadki były już

znacznie mniejsze (8,7%), jednak wciąż

N. ceranae pozostawał jedną z głównych

ich przyczyn. W 60% pasiek stwierdzono

wówczas ciężkie zarażenie przez Nosema

spp., z czego w 87% pasiek odnotowano

obecność N. ceranae (12) .

Cztery fazy zarażenia N. ceranae

Naukowcy hiszpańscy, którzy pierwsi wy-

kryli obecność N. ceranae w Europie i do-

tychczas opublikowali najwięcej prac do-

tyczących tego pasożyta, wyodrębnili czte-

ry fazy w przebiegu inwazji (6).

Faza 1 ( tab. 1 ) jest bezobjawowa. Zarażo-

ne rodziny wyglądają podobnie jak zdrowe

(przynajmniej od wiosny do wczesnej je-

sieni). Liczba stwierdzanych spor nie prze-

kracza 10 6 na pszczołę. Liczba zarażonych

pszczół zbieraczek nie przekracza 65%.

Faza 2 została nazwana fazą wyrówny-

wania siły rodziny. Ma ona miejsce jesie-

nią i zimą, kiedy liczba czerwiu powinna

osiągać minimum. Jednak w chorej rodzi-

nie matka, chcąc wyrównać straty pszczół,

zaczyna intensywnie czerwić. Liczba czer-

wia jest podwyższona w stosunku do pory

roku. Fakt, że faza ta ma miejsce zimą,

kiedy jest mało młodych, niezarażonych

pszczół, może tłumaczyć, dlaczego licz-

ba spor na pszczołę oraz procent zarażo-

nych zbieraczek jest zawsze wyższy niż

w fazie 1 (≥65%).

Faza 3 (fałszywe ozdrowienie) zaczyna

się z kolejną wiosną, kiedy liczba pszczół

w rodzinie szybko rośnie, a matka za-

czerwia prawie każdą ramkę. Duża liczba

pszczół sugerowałaby, że dojdzie do ich

wyrojenia, jednak to nigdy nie następu-

je. Obraz mikroskopowy oraz procent za-

rażonych zbieraczek przedstawia się po-

dobnie jak w fazie 1, czyli poziom zaraże-

nia jest relatywnie niewielki.

Faza 4 – „gorączka” czerwienia, którą

obserwujemy w fazie 3 kończy się nagle je-

sienią lub kolejną wiosną, kiedy chora ro-

dzina się osypuje. W ulu pozostaje garstka

pszczół z matką i prawie nietkniętymi za-

pasami pokarmu. Jeśli depopulacja nastą-

pi jesienią, wtedy, podobnie jak w fazie 2,

stopień zarażenia jest bardzo wysoki (≥65%

Diagnostyka zarażenia Nosema spp.

Przebieg zarażenia N. ceranae w pasiece

Opis metod diagnostycznych wydany, przez

Światową Organizację Zdrowia Zwierząt

– OIE (13) w celu różnicowania zarażenia

N. ceranae i N. apis , zaleca łańcuchową

reakcję polimerazy (PCR). W celu przy-

gotowania próbki do badania należy roze-

trzeć 10–20 odwłoków starszych pszczół

z 10 ml wody destylowanej (PCR grade).

Zawiesinę ﬁ ltruje się i odwirowuje w 800 g

przez 6 minut. Aby możliwa była ekstrak-

cja DNA, należy wywołać kiełkowanie spor

w 200 μl świeżo przygotowanego buforu

(0,5M NaCl i 0,5M NaHCO 3 o pH 6 osią-

gniętym przez dodanie kwasu ortofosfo-

rowego). Mieszaninę należy inkubować

w 37 ° C przez 15 minut. Ekstrakcję DNA

można z łatwością przeprowadzić, używa-

jąc rutynowych procedur lub komercyjnych

zestawów do tego przeznaczonych, takich

jak High Pure Template Preparation Kit (nr

kat. 1796828, Roche Diagnostic).

Multiplex PCR przeprowadza się w 50 μl

mieszaniny reakcyjnej zwierającej: 5 μl ba-

danego DNA, 25 μl High Fidelity PCR

Master Mixture (nr kat.: 12140314001,

Roche Diagnostic), 0,4 μM każdego pri-

mera, 0,4 mM każdego dNTP, 3 mM chlor-

ku magnezu, 0,2 mg/ml albuminy suro-

wicy bydlęcej, 0,1% Tritonu X-100. Wa-

runki, w jakich przebiega ampliﬁ kacja są

następujące: wstępny krok aktywujący

w 94°C przez 2 minuty, następnie 10 cykli

Zdrowe rodziny przebywające w pobliżu

chorych mogą łatwo zostać zarażone. Prócz

tradycyjnych dróg transmisji pasożyta (ska-

żone plastry, rabunki, miód, syrop, pyłek,

pierzga, błądzenie pszczół, matki z zarażo-

nych hodowli) może on być również roz-

przestrzeniany przez samego pszczelarza

pomiędzy ulami na nieodkażonym sprzę-

cie oraz przez nieprzemyślane przenosze-

nie plastrów itp. Materiał genetyczny N. ce-

ranae stwierdzono w gruczołach gardzie-

lowych pszczoły, w których wytwarzane

jest mleczko pszczele służące do karmie-

nia larw oraz wydzielina zawierająca enzy-

my biorące udział w powstawaniu miodu

z nektaru. Być może stwarza to dodatko-

we drogi transmisji pasożyta z wydzieliną

tychże gruczołów.

Przebieg nosemozy powodowanej przez

N. ceranae nie wszędzie jest równie dra-

styczny. W niektórych krajach Europy cho-

roba ta przebiega łagodnie i nie powoduje

tak ogromnych strat rodzin pszczelich, jak

w Hiszpanii (11). Jest to prawdopodobnie

spowodowane odmiennymi warunkami

klimatycznymi w różnych częściach kon-

tynentu. W Polsce jednak pasożyt ten po-

woduje znaczne straty pszczół (9), tak jak

na przykład zimą 2007/2008 roku, kiedy

Życie Weterynaryjne • 2010 • 85(2)

141

Prace poglądowe

metodzie jest zbyt niska. Hiszpańscy ba-

dacze zalecają, aby do oceny stopnia za-

rażenia przez N. ceranae pobierać około

godziny 12. 30 pszczół zbieraczek powra-

cających do ula.

Najnowsze badania wykazały, że stopień

zarażenia przez N. ceranae nie może być

wiarygodnie określony na podstawie bada-

nia liczby spor przypadających na pszczołę,

ponieważ badanie to nie uwzględnia form

rozwojowych pasożyta, które w bardzo du-

żej ilości występują w komórkach nabłon-

ka jelitowego (6). Dlatego bardziej wska-

zane jest określenie udziału zarażonych

pszczół w próbce złożonej z przynajmniej

30 pszczół zbieraczek (na podstawie bada-

nia indywidualnego pszczół).

Zwalczanie zarażenia

Ryc. 1. Obraz mikroskopowy preparatów sporządzonych z próbek pszczół zarażonych (A) Nosema apis

i (B) Nosema ceranae (pow. 1000×)

Przez kilka dziesięcioleci do zwalczania

nosemozy u pszczół stosowano prepara-

ty antybiotyczne oparte na fumagilinie.

Od kilku lat w Europie obowiązuje całko-

wity zakaz stosowania fumagiliny. Jest to

spowodowane faktem, że brak ustalonych

wartości MRL dla pozostałości fumagili-

ny w produktach pszczelich. Fumagilina

hamuje rozwój pasożytów z rodzaju No-

sema . Liczba spor N. ceranae w pszczo-

łach z leczonych rodzin spada o około

70%. jednak po kilku miesiącach wraca

do poziomu wyjściowego (14, 15). Jeszcze

w ubiegłym roku fumagilina była stosowa-

na w Hiszpanii.

Metody zwalczania zarażenia N. cera-

nae , podobnie jak przy zarażeniu przez

N. apis , opierają się głównie na zabiegach

higieniczno-hodowlanych (3). Wiosną na-

leży przesiedlić pszczoły do czystego, zde-

zynfekowanego, wyraźnie oznakowane-

go ula (co ogranicza błądzenie pszczół).

W ciągu sezonu pszczelarskiego natomiast

należy wymieniać stopniowo wszystkie pla-

stry tak, aby jesienią nie było w ulu żad-

nych plastrów z poprzedniej zimy. Należy

też bezwzględnie pamiętać o tym, że nie

wolno przenosić plastrów z rodzin cho-

rych do zdrowych oraz należy dezynfe-

kować sprzęt pszczelarski używany w ro-

dzinie zarażonej (3). Inne polecane zabie-

gi wspomagające zdrowienie rodziny to

wymiana na młodą i zdrową matkę, usta-

wienie ula w nasłonecznionym i osłonię-

tym od wiatru miejscu.

Na polskim rynku ukazały się dwa nie-

będące lekami preparaty wspomagające

zdrowie pszczół. Według niektórych do-

niesień (14, 16, 17) w przypadku zastoso-

wania w rodzinach z N. ceranae ich sku-

teczność w ograniczaniu zarażenia jest

porównywalna (nieco mniejsza) ze skutecz-

nością fumagiliny. Są to: Api Herb (Biofak-

tor) – preparat ziołowy i Nozevit (Nozevit

o następujących parametrach – 15 s w 94 ° C,

30 s w 61,8°C i 45 s w 72°C. Kolejne 20 cy-

kli przebiega w następujących warunkach:

15 s w 94°C, 30 s w 61,8°C oraz 50 s (plus

pięciosekundowe przedłużenie dla każdego

kolejnego cyklu) w 72°C. Końcowe wydłu-

żanie produktów odbywa się w 72°C przez

7 min. Należy zawsze pamiętać o kontroli

negatywnej dla każdego badania. Elektro-

forezę produktów PCR przeprowadza się

w 2% żelu agarozowym z dodatkiem TAE

(Tris-Acetate EDTA) oraz bromku etydyny

w standardowym buforze TAE. Do prze-

prowadzenia reakcji PCR potrzebne są na-

stępujące startery: dla N. ceranae – 218MI-

TOC FOR (5’-CGGCGACGATGTGATAT-

GAAA-ATATTAA-3’) oraz 218MITOC

REV (5’-CCCGGTCATTCTCAAACA-

AAA-AACCG-3’) ampliﬁ kujące produkt

o długości 218–219 bp, a dla N. apis –

321APIS FOR (5’-GGGGGCATGTCTT-

TGACGTACTATGTA-3’) oraz 321APIS

REV (5’-GGGGGGCGTTTAAAATGT-

GAAACAACTATG-3’) ampliﬁ kujące pro-

dukt o długości 321 bp.

W celu wykrycia zarażenia Nosema

spp. wystarczy metoda jakościowa. Ma-

teriałem do badania są również pszczo-

ły zbieraczki powracające do ula. Pszczo-

ły należy utrwalić w 4% formalinie lub

70% spirytusie przemysłowym, ewentu-

alnie zamrozić. Odwłoki 60 pszczół roz-

ciera się w moździerzu z 2–3 ml wody

(podana ilość wody wydaje się zbyt mała

w przypadku pszczół zamrożonych 1 ). Na-

stępnie należy nanieść 3 krople zawiesi-

ny na szkiełko podstawowe i przykryć

nakrywkowym. Preparat oglądać należy

pod powiększeniem 400 razy. Spory N.

apis są długości 5–7 μm i szerokości 3–4

μm. Spory N. ceranae są nieco mniejsze

i delikatniejsze, mają cygarowaty kształt

i cieńszą ścianę ( ryc. 1 ). Różnice między

sporami obu gatunków są widoczne, jed-

nak tylko dla osób bardzo wprawnych

w badaniu, i nie dają pewności prawidło-

wego rozpoznania. Dlatego w celu różni-

cowania gatunków zalecana jest jednak

metoda PCR.

Do oceny stopnia zarażenia sporami

Nosema spp. zalecana jest standaryzowa-

na metoda ilościowa. 10 odwłoków star-

szych zbieraczek (powracających do ula)

należy rozetrzeć w moździerzu z pięcio-

ma mililitrami wody. Zawiesinę następnie

ﬁ ltruje się przez 2 warstwy muślinu ba-

wełnianego. Moździerz oraz tłuczek na-

leży przepłukać kolejnymi pięcioma mili-

litrami wody, a popłuczyny przeﬁ ltrować

przez ten sam materiał. Uzyskany ﬁ ltrat

wiruje się przez 6 min w 800 g. Po zlaniu

supernatantu do pozostałego osadu do-

daje 10 ml wody. Za pomocą pipety Pa-

steura należy rozprowadzić osad w wo-

dzie aż do ujednolicenia barwy roztworu.

2–3 krople zawiesiny nanosi się na hemo-

cytometr, przykrywa szkiełkiem nakryw-

kowym i ogląda pod powiększeniem 400

razy. Spory liczyć należy w każdym kwa-

dracie. Jedna spora w dużym kwadracie

(przy użyciu hemocytometru 25×16 kwa-

dratów) odpowiada 10 000 spor w pszczo-

le. Obecnie przeważa pogląd, że licz-

ba pszczół pobierana do badania w tej

1 Uwagaautorki.

142

Życie Weterynaryjne • 2010 • 85(2)

Prace poglądowe

International) – preparat na bazie wycią-

gów z kory drzew. W podsumowaniu na-

leży dodać, że jak na razie walka z zaraże-

niem jest trudna i często nie daje oczeki-

wanych efektów.

Badacze włoscy (18) zainteresowali się

zastosowaniem tymolu przy zwalczaniu

nosemozy. Z dotychczasowych badań wy-

nika, że pomaga on ograniczać zarażenie,

jednak, aby uzyskać bardziej precyzyjne

dane, potrzebne są dalsze badania.

, 558–565.

5. Topolska G., Gajda A.: Presence of Nosema apis in ho-

neybee colonies in Poland. Proc. COLOSS Workshop: New

Molecular Tools , Bern, May 2009.

6. Higes M., Martin-Hernandez R., Botias C., Garrido-Ba-

ilon E., Gonzalez-Porto A., Barrios L., del Nozal M., Ber-

nal J., Jimenez J., Garcia- Palencia P., Meana A.: How na-

tural infection by Nosema ceranae causes honeybee colo-

ny collapse. Environm. Microbiol. 2008,

13. OIE Manual For Terrestrial Animals 2008 ; Chapter 2. 2.

4.: Nosemosis of honeybees.

14. Nanetti A.: Api Herb as an alternative product to treat

Nosema infection. COLOSS Workshop: Nosema disease:

Lack of knowledge and work standardization. Guadala-

jara, 19–22 October, 2009.

15. Williams G., Sampson M., Shutler D., Rogers R.: Does

fumagillin control the recently detected invasive parasi-

te Nosema ceranae in western honey bees ( Apis mellife-

ra )?. J. Invert. Pathol. 2008,

, 2659-2669.

7. Meana A.: Histopathology of Nosema infected bees.

COLOSS Workshop: Nosema disease: Lack of knowledge

and work standardization. Guadalajara, 19–22 October,

2009.

8. Kasprzak S., Topolska G.: Nosema ceranae (Eukaryota:

Fungi: Microsporea) – nowy pasożyt pszczoły miodnej

Apis mellifera ; Wiad. Parazyt. 2007,

, 342-344..

16. rasyvoulou A., Geirgios G., Chrysoula T., Elisavet L.:

Attempts to control Nosema ceranae in Greece. 41 Kon-

gres Apimondii , Montpellier 2009.

17. Topolska G., Gajda A., Hartwig A.: Polish honey bee co-

lony-loss during the winter of 2007/2008. J. Apicult. Sci.

2008,

, 95-104.

18. Costa C.: ymol: an alternative treatment for control

of Nosema ceranae ? COLOSS Workshop: Nosema dise-

ase: Lack of knowledge and work standardization. Gu-

adalajara, 19–22 October, 2009.

Piśmiennictwo

, 281-284.

9. Fenoy S., Rueda C., Higes M., Martín-Hernandez R., del

Aguila C.: High-level resistance of Nosema ceranae , a pa-

rasite of the honeybee, to temperature and desiccation.

Appl. Environm. Microbiol. 2009,

1. Chen Y., Evans J., Smith I., Pettis J.: Nosema ceranae is

a long-present and wide spread microsporidian infection

of the European honey bee ( Apis mellifera ) in the United

States. J. Invert Pathol. 2008,

, 6886–6889.

10. Naug D.: Physiological and behavioral changes in Nosema

infected bees: a model to understand colony collapse. CO-

LOSS Workshop: Nosema disease: Lack of knowledge and

work standardization . Guadalajara, 19–22 October, 2009.

11. Higes M., Martin R., Meana A.: Nosema ceranae , a new

microsporidian parasite in honeybees in Europe. J. Invert.

Pathol. 2006,

, 186-188.

2. Topolska G., Kasprzak S.: Pierwsze przypadki zarżenia

pszczół w Polsce przez Nosema ceranae . Medycyna Wet .

2007,

, Suplement.

3. Topolska G., Hartwig A.: Choroby pszczół objęte wy-

tycznymi Międzynarodowego Urzędu do spraw Epizo-

otii. Część V. Nosemoza. Życie Wet. 2003,

, 93-95.

12. Topolska G., Gajda A., Pohorecka K., Bober A., Kasprzak

S., Skubida M., Semkiw P.: Winter colony losses in Poland.

J. Apic. Res. 2010,

Anna Gajda, Katedra Patologii i Diagnostyki Weterynaryj-

nej, Wydział Medycyny Weterynaryjnej SGGW, ul. Ciszew-

skiego 8, 02-786 Warszawa

, 335-338

4. Paxton R., Klee J., Korpela S., Fries I.: Nosema ceranae

has infected Apis mellifera in Europe since at least 1998

, 126-128.

and may be more virulent than Nosema apis . Apidologie

2007,

Plik z chomika:

Inne pliki z tego folderu:

Inne foldery tego chomika: