GENETYKA MOLEKULARNA BAKTERII I WIRUSÓW
Organizacja materiału genetycznego bakterii
Pojedynczy chromosom prokariotyczny zawiera praktycznie całą informację genetyczną. Zdecydowana większość bakterii ma chromosom kolisty i nie posiada błony oddzielającej go od cytoplazmy co daje możliwość bliskiego występowania procesu produkcji mRNA na matrycy DNA oraz maszynerii odpowiedzialnej za biosyntezę białek.
W komórkach prokariotycznych procesy transkrypcji i translacji zachodzą jednocześnie do tego stopnia, że możliwe jest rozpoczęcie translacji na jednym końcu mRNA zanim zostanie zakończona transkrypcja na drugim końcu.
Kolisty chromosom bakteryjny jest podzielony na kilkadziesiąt pętli, które mają końce unieruchomione w białkowym szkielecie. Białka występujące w chromosomach bakteryjnych tzw. białka histonopodobne, poza organizowaniem DNA w chromosomie pełnią jeszcze pewne dodatkowe funkcje przypominając działaniem czynniki transkrypcyjne w komórkach eukariotycznych.
Mapa chromosomu bakteryjnego daje pewne wiadomości o jego organizacji. Poza niektórymi grupami genów skupionymi w operony, nie da się zaobserwować konkretnego wzorca, według którego następowałaby lokalizacja genów w chromosomie bakteryjnym. Transkrypcja operonów może zachodzić dla niektórych w jednym kierunku, a dla innych w przeciwnym.
Miejsce replikacji chromosomu bakteryjnego jest ściśle określone tzw.ori (origin of replication) dla każdego typu bakterii, ponadto podobna jest aranżacja genów zarówno w ori jak i w miejscu terminacji syntezy DNA. Poza tym w niektórych bakteriach wydaje się ważne, aby w przypadku pewnych regionów kierunek transkrypcji był taki sam jak kierunek poruszania się widełkek replikacyjnych DNA. (FIG7.33bomicroorg.)
Replikacja DNA
W replikacji DNA głównym problemem jest precyzyjna duplikacja sekwencji nukleotydowych, co zachodzi dzięki parowaniu komplementarnemu. Proces replikacji jest semikonserwatywny, co oznacza, że wyprodukowane podwójne helisy zawierają jedną nić rodzicielską i jedną nowoutworzoną.
Replikacja zachodzi od 5' do 3' końca dzięki polimerazom DNA. Enzymy te nie mogą rozpocząć syntezy nowej nici bez primera (zwykle krótka cząsteczka RNA).
Dobrze poznany jest mechanizm replikacji u E. coli. Proces ten zaczyna się w ori (origin of replication, około 300 b rozpoznawanych przez specyficzne białka). W ori podwójna helisa DNA otwiera się i zachodzi inicjacja na obu niciach jednocześnie z utworzeniem specyficznej struktury tzw. widełek replikacyjnych.
W kolistym DNA E. coli dwukierunkowa replikacja prowadzi do powstania struktur theta (na rysunku). U bakterii tej są trzy polimerazy DNA: I, II i III. Polimeraza DNA III działa w widełkach replikacyjnych dodając nowe nukleotydy. W celu zajścia replikacji podwójna helisa DNA jest rozwijana przez helikazę i stabilizowana przez SSBP (single stranded binding protein).
Pomiędzy syntezą DNA na obu niciach istnieją wyraźne różnice. Synteza na nici wiodącej 5' à 3' przebiega w sposób ciągły, gdyż jest koniec 3'OH, do którego można dodać nowy nukleotyd. Na drugiej nici DNA jest syntetyzowane fragmentami, ponieważ nie ma końca 3'OH i konieczne jest zsyntetyzowanie małego primera RNA aby dostarczyć wolne grupy 3'OH.
Po syntezie primeru primaza jest zastępowana przez polimerazę DNA III, która dodaje nukleotydy do momentu dojścia do uprzednio zsyntetyzowanego DNA. Wtedy polimeraza DNA III jest odłączana a pojawia się polimeraza DNA I, która poza zdolnością do syntezy DNA, może usuwać primer RNA znajdujący się przed nią.
Po usunięciu primera polimeraza DNA I jest uwalniania i ostatnie wiązanie fosfodiestrowe zostaje wyprodukowane przy pomocy ligazy DNA.
Podczas syntezy DNA w widełkach replikacyjnych następują zmiany w zwinięciu DNA spowodowane przez enzymy rozplatające oraz topoizomerazy, które w pewnym stopniu regulują proces replikacji.
Błędy replikacyjne naprawiane są przez polimerazę DNA III, która poza zdolnością do syntezy DNA, ma aktywność 3' à 5' egzonukleazy, co oznacza, że usuwa ona źle wstawiony nukleotyd i zastępuje go nukleotydem prawidłowym. System naprawczy nie zawsze zdoła wychwycić wszystkie błędy co może spowodować powstanie mutacji.
Modele replikacyjne:
· obracającego się koła
· theta
· przemieszczającej się pętli
Wytłumaczone na rysunkach
Regulacja ekspresji genów u bakterii
Pierwszym etapem ekspresji każdego genu jest transkrypcja. Prowadzi ona do powstania RNA na matrycy DNA. Proces ten jest przeprowadzany przez polimerazę RNA, a prekursorami są ATP, GTP, UTP, CTP. W przeciwieństwie do polimerazy DNA polimeraza RNA może zacząć nową nić bez primera. Wszystkie polimerazy RNA u bakterii są skomplikowanymi enzymami składającymi się z wielu podjednostek. Enzym ten u E. coli zawiera podjednostki b , b ', a w dwóch kopiach oraz s , która jest luźno związana z pozostałymi i łatwo może oddysocjować. Wiązanie polimerazy RNA do DNA odbywa się w specjalnych miejscach promotorowych.
Cząsteczka s bierze udział tylko w formowaniu początkowego kompleksu polimerazy RNA z DNA i jest odpowiedzialna za rozpoznanie promotorów: sekwencji -35 od miejsca inicjacji i sekwencji Pribnow box w regionie -10 od miejsca inicjacji. W wyniku działania polimerazy RNA w kierunku 5' à 3' powstaje mRNA.
U Prokaryota pojedyncza molekuła mRNA często koduje więcej niż jedno białko ze względu na występowanie grup genów zwanych operonami. Polimeraza RNA transkrybuje wtedy wszystkie geny z danego operonu na pojedynczą molekułę mRNA (tak zwane policystroniczne mRNA). W mRNA u Prokaryota zazwyczaj nie występują introny, jednak jeśli już się tam znajdą to są samoistnie wycinane przez RNA (zwane rybozymem).
tRNA i rRNA powstają jako długie cząsteczki prekursorowe, które są następnie cięte w kilku miejscach w celu utworzenia dojrzałych cząsteczek RNA. mRNA podlega na ogół bezpośredniej translacji.
Translacja zachodzi w kilku etapach : inicjacja, elongacja, terminacja, uwolnieni i sfałdowanie polipeptydu przy wykorzystaniu całej maszynerii jaką jest m.in. rybosom. U Prokaryota rybosomy składają się z dwóch podjednostek: 30S i 50S dających w połączeniu rybosom 70S. Podjednostka 30S zawiera 16S rRNA i około 21 białek, natomiast podjednostka 50S zawiera 5S i 23S rRNA i około 34 białek.
Inicjacja syntezy białek zaczyna się od uformowania kompleksu zawierającego podjednostkę 30S, mRNA, tRNA dla formylometioniny i czynniki inicjatorowe. Do tego kompleksu przyłącza się podjednostka 50S. Związanie mRNA z rybosomem zależy od tzw. sekwencji Shine-Dalgarno (3 do 9 nukleotydów zlokalizowanych przed kodonem inicjacyjnym na mRNA). Ta sekwencja jest komplementarna do 3' końca 16S RNA rybosomu i pozwala komórkom prokaryotycznym na translację policystronicznego mRNA.
Proces inicjacji rozpoczyna się przyłączeniem aminoacylo-tRNA do kodonu start. U bakterii inicjatorowym aminoacylo-tRNA jest formylometionina. Terminacja syntezy białek zachodzi gdy osiągnięty zostanie kodon nonsensowny inaczej zwany kodonem stop. Białka uwalniają się, a rybosom dysocjuje na dwie podjednostki.
Zgromadzenie powiązanych ze sobą funkcyjnie genów bakteryjnych w jednym miejscu związane jest z regulacją przeprowadzaną przez specyficzne cząsteczki, umożliwiającą kontrolę ekspresji genów jednego szlaku metabolicznego.
Tego typu regulacja ekspresji genów bakteryjnych bierze się z konieczności efektywnego wykorzystania ograniczonych zapasów i energii oraz produkcji wyłącznie niezbędnych związków.
Prawidłowo funkcjonująca komórka bakteryjna nie powinna syntetyzować enzymów do metabolizmu laktozy, jeżeli brak jest laktozy w pożywce. Podobnie bezsensowne byłoby produkowanie enzymów do syntezy tryptofanu jeśli znajdowałby się on w wystarczającej ilości.
Dlatego też komórki bakteryjne opracowały precyzyjne mechanizmy kontroli syntezy różnych związków oparte na strukturze ich informacji genetycznej, w której geny odpowiedzialne za konkretny szlak metaboliczny znajdują się w jednym miejscu i tworzą tzw. operon.
Pierwszym poznanym mechanizmem regulacji operonowej u bakterii jest proces rozkładu laktozy u E.coli. Laktoza jest disacharydem ulegającym rozłożeniu na dwa cukry składowe: galaktozę i glukozę, pod wpływem enzymu beta-galaktozydazy. Jeśli w środowisku nie ma laktozy, w komórce E.coli znajduje się tylko kilka cząsteczek tego enzymu. Natomiast w momencie gdy w środowisku znajduje się laktoza, w komórce pojawiają się tysiące cząsteczek beta-galaktozydazy. Dodatkowo zwiększa się w komórce ilość pozostałych enzymów zaangażowanych w szlak laktozowy (galaktozydopermeazy i transacetylazy galaktozydowej). Każdy z tych enzymów jest kodowany przez oddzielny gen jednak ich ekspresja ulega wspólnej regulacji. Geny tych trzech enzymów znajdują się w jednym liniowym odcinku na chromosomie E.coli i zostały oznaczone według kolejności występowania:
· Z - beta galaktozydaza
· Y - beta galaktozydopermeaza (białko transportowe)
· A - transacetylaza galaktozydowa.
Ekspresja wszystkich trzech genów podlegać może jednoczesnej indukcji przez cząsteczkę laktozy. Na tej podstawie stwierdzono, że przed tymi genami musi się znajdować niezależny element genetyczny, który reguluje ich ekspresję.
W końcu okazało się, że w regulacji bierze udział kilka genów:
· gen regulatorowy (gen lacI), który koduje cząsteczkę represora zdolną do przejścia w inne miejsce, do operatora, gdzie indukuje ona sygnał wyłączający operon
· gen operatora, który otrzymuje sygnał wyłączający z represora
· trzy geny kodujące białka, które są transkrybowane na jedno mRNA
· miejsce promotora (częściowo nachodzące na gen operatorowy), gdzie przyłącza się RNA polimeraza i indukuje syntezę mRNA
Operon laktozowy, lac, działa w następujący sposób. Gen regulatorowy produkuje cząsteczkę represora, która może przenieść się do miejsca występowania operatora, przyłączyć się do niego i zahamować transkrypcję genów strukturalnych w tym operonie.
Jeżeli w pobliżu nie ma cząsteczek laktozy, cząsteczka represora przyjmuje konformację zdolną do związania się z operatorem. Gdy represor zwiąże się z operatorem, promotor jest częściowo zasłonięty, wobec czego polimeraza RNA nie może się z nim związać i nie dochodzi do transkrypcji mRNA a następnie syntezy trzech białek.
Jeżeli natomiast w środowisku obecna jest laktoza, represor wiąże się z nią i przyjmuje inny kształt, który nie pozwala na połączenie się z operatorem. Promotor pozostaje odsłonięty, wiąże się z polimerazą RNA i dochodzi do ekspresji genów, które następnie prowadzą do rozkładu laktozy.
Jest to przykład regulacji genów na poziomie transkrypcyjnym.
FIG 14-10 z Hopsona p. 314 An inducible operon
Ten mechanizm jest prosty i ładnie tłumaczy dlaczego komórka E.coli produkuje tylko tyle beta-galaktozydazy ile jest jej potrzebne. Jednak w rzeczywistości sytuacja staje się nieco bardziej skomplikowana gdyż komórka bakterii może jednocześnie otrzymać laktozę i glukozę. Co wtedy?
Dla bakterii korzystniejsze jest rozłożenie glukozy niż laktozy, ponieważ glukoza może być natychmiast zużyta w metabolizmie, a laktoza musi zostać najpierw rozłożona w skomplikowanych reakcjach chemicznych.
Bakteria zdolna do zużycia glukozy pomimo obecności laktozy w pożywce będzie rosła szybciej niż inne bakterie tym samym zdobywając pewną nad nimi przewagę.
Dlatego też nie należy się dziwić, że powstał mechanizm tzw. represja kataboliczna, który umożliwia bakterii zużywanie na początku glukozy nawet gdy jest laktoza. Mechanizm represji katabolicznej opiera się na fakcie, że polimeraza RNA łączy się z promotorem w operonie lac dużo lepiej w obecności specyficznego białka CAP (catabolite gene activator protein), które musi być związane ze specyficznym miejscem DNA położonym w pobliżu tzw.CBS (CAP binding site). Białko CAP wiąże się z tym miejscem jeśli do tego białka przyłączą się cząsteczki cAMP, co zachodzi przy braku glukozy.
Jeżeli natomiast glukoza znajduje się w pożywce, spada poziom cAMP, białko CAP zmienia kształt, nie wiąże się z CBS, polimeraza RNA gorzej wiąże się z promotorem i synteza enzymów szlaku laktozowego zostaje spowolniona.
Fig14-11 p.315 Represja kataboliczna Biology Wessels Hopson
Istnieją więc trzy różne poziomy aktywności operonu lac, zależne od obecności laktozy i glukozy w pożywce oraz regulowane przez trzy różne białka: lac represor, polimerazę RNA i CAP.
Najniższy poziom ekspresji zachodzi pod nieobecność laktozy: nie ma substratu, niepotrzebne są enzymy do katalizy, represor lac jest połączony z operonem i blokuje wiązanie się polimerazy RNA.
Najwyższy poziom ekspresji obserwuje się przy obecności laktozy, lecz braku glukozy: laktoza wiąże represor uniemożliwiając mu związanie się z operatorem, co z kolei pozwala na przyłączenie polimerazy RNA, a dodatkowo wysoki poziom cAMP i łączenie się go z CAP i CAP z CBS co w rezultacie uaktywnia polimerazę RNA.
Model regulacji rozkładu laktozy w operonie lac jest jednym z wielu jakie funkcjonują w komórkach bakteryjnych. Jest to przykład pozytywnej regulacji ekspresji gdyż obecność substratu w pożywce indukuje produkcję enzymów.
Ponadto mamy do czynienia z innymi modelami regulacji ekspresji genów również wynikającymi z dążenia komórki do efektywnego wykorzystania surowców ale jednocześnie nie nadprodukowania jakiejś substancji bez wyraźnej potrzeby. Ten typ mechanizmu regulacji to represja czyli zahamowanie syntezy enzymów szlaku biosyntetycznego w odpowiedzi na nadmiar końcowego produktu. Przykładem operonu regulowanego w ten sposób jest operon tryptofanowy (trp).
Operon ten zawiera pięć genów (E,D,C,B,A) kodujących enzymy, które prowadzą do syntezy aminokwasu - tryptofanu. W przypadku operonu tryptofanowego również mamy do czynienia z cząsteczką represora kodowaną w niewielkiej odległości od operonu. Cząsteczka represora trp podobnie jak lac może istnieć w dwóch konformacjach: jedna powoduje łączenie z operatorem i zablokowanie transkrypcji, natomiast druga konformacja nie pozwala na związanie się represora z operatorem i umożliwia zajście transkrypcji.
W obecności tryptofanu cząsteczka represora wiąże się z tym aminokwasem i zmienia konformację, na taką która umożliwia związanie się z operatorem i zablokowanie syntezy enzymów.
Jeżeli tryptofan jest nieobecny, represor nie może związać się z operatorem. Dochodzi wtedy do przyłączenia polimerazy RNA i syntezy enzymów, które w następstwie doprowadzą do syntezy tryptofanu.
Oba opisane mechanizmy regulacji ekspresji genów czyli indukcja operonu lac i represja operonu trp są przykładami na kontrolę negatywną. Oznacza to, że ekspresja genów podlegających takiej kontroli zachodzi dopóki nie zostanie wyłączona przez cząsteczkę represora.
Istnieje jeszcze model pozytywnej regulacji ekspresji genów, co z kolei oznacza, że geny znajdujące się pod taką kontrolą ulegają ekspresji dopiero pod wpływem działania specyficznego białka regulatorowego. Przykładem tego typu regulacji może być opisana już wcześniej aktywacja kompleksu promotor-polimeraza RNA operonu lac przez wiąząnie się białka CAP do CBS.
Innym przykładem regulacji pozytywnej jest katabolizm maltozy u E.coli. Enzymy do rozkładu maltozy są syntetyzowane dopiero po dodaniu maltozy do pożywki. Ich synteza jest regulowana na poziomie transkrypcji przez białko aktywujące (AP-activator protein). AP nie może związać się z DNA dopóki nie połączy się z cząsteczką maltozy. Gdy AP zwiąże się z cząsteczką maltozy, kompleks taki łączy się z DNA i umożliwia polimerazie RNA rozpoczęcie transkrypcji. Aktywator podobnie jak represor rozpoznaje specyficzną sekwencję DNA tzw. miejsce wiązania aktywatora. Geny potrzebne do katabolizmu maltozy znajdują się w kilku operonach wobec czego aktywator kontroluje więcej niż jeden operon. Grupa operonów regulowanych przez jedno białko aktywujące nazywana jest regulonem.
Atenuacja
Atenuacja jest typem regulacji opartym na fakcie, że w organizmach prokariotycznych transkrypcja i translacja są procesami wzajemnie połączonymi. Atenuacja została zaobserwowana w niektórych operonach kontrolujących biosyntezę aminokwasów.
Najlepiej zbadanym przykładem jest atenuacja w operonie tryptofanowym. Poza wspomnianymi już wcześniej genami i strukturami znajdującymi się w tym operonie, operon ten zawiera tzw. sekwencję liderową w obrębie której znajduje się region atenuatora kodujący polipeptyd zawierający przy końcu kodony tryptofanu. Jeżeli w komórce znajduje się dużo tryptofanu peptyd liderowy zostanie zsyntetyzowany. Natomiast przy braku tryptofanu nie powstanie peptyd liderowy. Jakie są tego rezultaty?
Synteza peptydu liderowego prowadzi do zahamowania transkrypcji genów tryptofanowych. W jaki sposób?
Proces ten jest możliwy ze względu na fakt, że transkrypcja i translacja w komórkach bakterii zachodzi praktycznie jednocześnie. Sekwencja liderowa jako pierwsza ulega transkrypcji i gdy następnie transkrypcja idzie dalej, mRNA sekwencji liderowej ulega już translacji. Jednakże w przypadku mRNA sekwencji liderowej, gdy jest już uwolnione z DNA i połączy się z rybosomem ulega ono sfałdowaniu w podwójną pętlę, która sygnalizuje zatrzymanie transkrypcji dalszych genów (tryptofanowych).
Jeśli nie ma tryptofanu to nie dojdzie do translacji całej sekwencji liderowej gdyż zostanie ona zatrzymana na kodonie tryptofanowym, co powoduje przyjęcie innej konformacji przez mRNA sekwencji liderowej. Ta konformacja nie blokuje polimerazy RNA, która przechodzi dalej do transkrypcji genów tryptofanowych. Mechanizmy represji i atenuacji operonu tryptofannowego w precyzyjny sposób kontrolują syntezę enzymów szlaku biosyntezy tryptofanu.
Podobne modele atenuacji odkryto w innych szlakach metabolicznych bekterii np. w biosyntezie histydyny czy fenyloalaniny.
Antysensowne RNA
Większość systemów kontrolujących czy to transkrypcję czy translację wykorzystuje białka jako cząsteczki regulatorowe. Jednak niekiedy zdarza się, że w regulację zostanie zaangażowane RNA.
Jednym z rodzajów regulatorowego RNA jest RNA antysensowne używane w kontroli różnych genów bakteryjnych. Antysensowne RNA oddziałuje jako regulator poprzez parowanie z komplementarną, sensowną nicią RNA. Jeżeli tą komplementarną nicią jest mRNA, to parowanie z antysensownym RNA może zapobiec zajściu translacji.
Antysensowne RNA może być syntetyzowane z tego samego genu co mRNA przez zastosowanie drugiego promotora zorientowanego w przeciwnym kierunku do pierwszego lub poprzez drugi gen z promotorem na przeciwnym końcu.
PLAZMIDY
Plazmidy są to elementy genetyczne zdolne do autonomicznego powielania się i istnienia pozachromosomalnego. Większość plazmidów ma koliste, superzwinięte dsDNA, a niektóre liniowe dsDNA. Wiele plazmidów może być przenoszonych w procesie koniugacji z jednej do drugiej komórki. Niektóre plazmidy mają zdolność do wintegrowywania się w chromosom bakteryjny i wtedy ich replikacja podlega kontroli bakterii.
Jednym z najlepiej poznanych plazmidów jest plazmid F z E.coli. Jest tp plazmid typu koniugacyjnego i może być transferowany z komórki donora do akceptora nawet z fragmentami chromosomalnego DNA donora. Plazmid F jest kolistą cząsteczką (dł.100bp) i zawiera różne geny niezbędne do procesu replikacji i transferu , a ponadto sekwencje, które pozwalają na rekombinację z chromosomem bakteryjnym w celu utworzenia Hfr. Plazmidy zdolne do integracji w chromosom gospodarza nazywane są episomami.
Większość plazmidów w bakteriach gramujemnych przechodzi replikację dwukierunkową według modelu theta z zastosowaniem enzymów komórkowych. Natomiast plazmidy bakterii gramdodatnich w większości replikują według modelu obracającego się koła. Plazmidy, które posiadają materiał genetyczny w formie liniowej replikują w sposób podobny do adenowirusów. FIG 6.47
Pomimo, że plazmidy są niezależnie replikującymi elementami genetycznymi, ilość ich cząsteczek w komórce jest do pewnego stopnia określona przez daną komórkę a ponadto przez warunki zewnętrzne.
Plazmidy są w biologii molekularnej bardzo istotnym narzędziem służącym do badania różnorodnych procesów genetycznych czy ekologii i życia bakterii. Ponadto stosowane są w biotechnologii.
Obecność plazmidów w komórce może mieć znaczny wpływ na jej fenotyp np. u Rhizobium to plazmidy umożliwiają współdziałanie z roślinami.
Ze względu na zróżnicowanie wielkości plazmidów oraz posiadanych przez nie genów na:
· produkcję toksyn
· uodpornienie komórki gospodarza na antybiotyki i inne substancje
· katabolizm nietypowych substrató np. pestycydów
· kontrolę procesu koniugacji
i wiele innych, nie jest łatwo sklasyfikować plazmidy według jakiejś charakterystycznej cechy.
Jednak dokonuje się podziału na pewne grupy.
Plazmidy koniugacyjne
Plazmidy te mają zdolność do przenoszenia się z komórki donora do akceptora w procesie koniugacji. Za ten proces odpowiedzialne są geny w regionie tra znajdujące się w plazmidach. Geny te związane są między innymi z syntezą pili np. F i I
Pili typu F biorą udział w transferze plazmidu F oraz niektórych plazmidów z odpornością na antybiotyki. Pili typu I są zaangażowane w przenoszenie plazmidów z opornością na antybiotyki i innymi właściwościami.
Plazmidy opornościowe (R - resistance)
Plazmidy te nadają komórce oporność na antybiotyki i inne inhibitory wzrostu. Plazmidy R mogą posiadać różnorodne geny oporności na antybiotyki. Geny te kodują zazwyczaj białka które inaktywują antybiotyk albo wpływają na pobranie antybiotyku przez komórkę.
Plazmid R100 niesie oporność na sulfonamidy, streptomycynę, tetracyklinę, chloramfenikol i inne. Plazmid ten może być przenoszony pomiędzy bakteriami z Enterobakteriaceae: Escherichia, Klebsiella czy Salmonella.
Poza tym znane są plazmidy z opornością na kanamycynę, penicylinę czy neomycynę. Ponadto plazmidy typu R posiadają geny, które hamują wprowadzanie plazmidu tego samego typu do komórki, plazmid dodatkowy zostaje zgubiony w procesie replikacji, co nie przeszkadza współistnieć w jednej komórce plazmidom z dwóch różnych grup.
Możliwa jest rekombinacja genetyczna pomiędzy dwoma R co może prowadzić do powstania organizmów opornych na wiele leków. Plazmidy R są odpowiedzialne za uzyskiwanie przez bakterie chorobotwórcze oporności na leki (antybiotyki).
Komórki bakteryjne mogą wymieniać między sobą materiał genetyczny w trzech procesach, które zachodzą naturalnie: koniugacja, transdukcja i transformacja. mechanizmy przekazywania materiału genetycznego nie są związane z procesem reprodukcji komórki bakteryjnej, zachodzą one w konkretnych warunkach i polegają na przekazaniu niewielkiej części materiału genetycznego z komórki dawcy do biorcy.
REKOMBINACJA DNA U BAKTERII
· Proces rekombinacji jest to przeprowadzanie wymiany pomiędzy homologicznymi odcinkami DNA. Jest to podstawowy mechanizm wymiany genów pomiędzy chromosomami w żywych organizmach. Powoduje on zwiększenie różnorodności genetycznej, a ponadto w sytuacjach ekstremalnych przy dużym zniszczeniu DNA umożliwia przeżycie organizmu.
W trakcie rekombinacji u bakterii uczestniczy specyficzne białko RecA. Białko to ma zdolność do niespecyficznego (czyli niezależnego od sekwencji) wiązania się z jednoniciowym DNA. Następnie kompleks białko- DNA atakuje losowo drugą cząsteczkę DNA, powodując rozplecenia nici. Jeżeli natrafi na sekwencję komplementarną to zapoczątkowuje powstanie DNA rekombinowanego z nici atakującej i atakowanej. Powstaje przejściowa struktura krzyżowa (rysunek). Po czym struktura ta zostaje pocięta przez endonukleazy i powstają dwie zrekombinowane cząsteczki DNA.
W organizmach bakteryjnych rekombinacja zachodzi na trzy sposoby:
· koniugacja
· transformacja
· transdukcja
Koniugacja
Koniugacja u bakterii jest to proces transferu genetycznego zachodzący podczas kontaktu dwóch komórek. Przenoszonym materiałem genetycznym może być plazmid lub fragment chromosomu, który jest transferowany dzięki plazmidowi. W koniugacji jedna z komórek tzw. donor przekazuje informację genetyczną komórce biorcy. Komórka dawcy posiada specyficzną strukturę powierzchniową tzw. pilus płciowy, który pozwala na kontakt pomiędzy komórkami. Natomiast komórka biorcy posiada na swej powierzchni specyficzne receptory dla pilusa płciowego. Znane są dwa typy dawców:
· F+ plazmid w tej komórce funkcjonuje jak typowy plazmid i tylko on jest przenoszony w procesie koniugacji
· Hfr plazmid jest wintegrowany w chromosom dawcy i umożliwia on przekazanie DNA chromosomalnego podczas koniugacji.
Gdy komórki koniugujące już się ze sobą zetkną, zostaje zainicjowana synteza DNA i zachodzi przejście pojedynczej nici DNA z jednej do drugiej komórki. Synteza DNA w obu komórkach prowadzi do zachowania dwuniciowej natury DNA i zapewnia zachowanie pełnej informacji genetycznej w komórce dawcy. Przekazanie materiału genetycznego zachodzi sekwencyjnie zaczynając od określonego miejsca w chromosomie dawcy.
Transfer DNA z F+ do F-
...
magnifico